京都大学理学研究科植物学教室・年報(2015 年度)

植物分子細胞生物学


植物分子細胞生物学分科

 高等植物細胞が示す生命現象を細胞小器官オルガネラレベルと分子レベルで解明することを目的としている。特に、小胞体や液胞をはじめとする細胞内膜系の機能分化やプログラム細胞死等に注目し、その分子機構を細胞生物学、分子生物学、生化学、分子遺伝学等の手法を用いて解析している。以下に、これまでの主な研究成果を記す。

研究内容の概略

1. 葉の気孔の数を増加させる因子の発見

  植物は大気中からCO2(二酸化炭素)を吸い込んでいます。取り込んだCO2を基にして、植物は私達の大切な食糧となるデンプンや油を作ります。植物がCO2を 吸い込むときに使う「口」に相当するのが気孔で、まさに唇のような形をしています(図1)。私達は、モデル植物シロイヌナズナの遺伝子発現データベースを用いることで、新しいペプチド性因子「ストマジェン」を発見しました。植物にストマジェンを過剰に作らせると気孔がたくさん増え、逆にストマジェンを作る能力を弱めると気孔が減ることが分かりました (図2)。このように、ストマジェンは気孔の数を調節する機能を担っており、植物の生存に大切な物質です。私達はこの因子に、気孔 (stoma) を生み出す (generation) 因子という意味をこめ、ストマジェン (stomagen) と命名しました。
 ストマジェンは、植物自身がもっている45個のア ミノ酸からなる小さなペプチドです。私達は、化学合成したストマジェンを含む溶液に植物を3日間つけるだけで、気孔の数が劇的に増加することを見出しました (図3)。これは、遺伝子の改変ではなく、外から物質を投与することにより気孔の数を特異的に制御することに成功した世界で最初の例となります。
ストマジェンは、雑草から作物や樹木に至る多種多様な植物がもっている普遍的な因子であり、植物のペプチドホルモンとも言えるでしょう。植物に与えるだけで気孔の数が増えることから、遺伝子組み換えに頼ることなく、様々な植物のCO2吸収能力を上げることが可能になります。

figure 1

図1. ストマジェン遺伝子の発現量と気孔密度の関係
 左からストマジェン発現抑制株、野生株、ストマジェン過剰発現株。スケールバーは50 μm.

2. 細胞の原形質流動のしくみを解く

 植物の細胞の中には、核・葉緑体・ミトコンドリア・小胞体など様々な構造体が存在しています。植物細胞では、これらの構造体を含む細胞の内部(原形質)が流れるように動く現象が見られます。これは「原形質流動」と呼ばれ、速いところでは毎秒0.1ミリメートルというスピードに達します。
 原形質流動はダーウィンより古い1774年にイタリアで発見され、今では高等学校の教科書にも登場します。半世紀前に「モータータンパク質ミオシンが繊維状タンパク質アクチンのレール上を滑ることによって、原形質流動が引き起される」という“滑り説”が提唱されましたが、レール構築のしくみや構造体が流動するしくみは長く謎のままでした。
小胞体は植物細胞の中で最大の表面積を持つ構造体で、細胞中にネットワーク状に張り巡らされています。私達は、この小胞体が川のように方向性を持って流れることに着目しました (図4)。この流れは、太いアクチンレールに沿って観察されました。モデル植物シロイヌナズナの特定のミオシン遺伝子を破壊すると、この小胞体の流れがストップし、さらにアクチンレールの秩序そのものが乱れることを発見しました (図5)。
私達は、「小胞体に結合したミオシンがアクチン上を滑りながらレールの方向を揃え、その上を滑ることによりさらに太い高速レールを構築している」という“小胞体ーミオシンーアクチンの三者相互作用モデル”を提唱しました (図6)。ミオシンがアクチンレールを滑ることは有名ですが、自分が滑るための高速レールの構築に関わるということは初めての発見です。三者が協調して作り出した高速レール上を、小胞体が様々な構造体を巻き込みながら流動する現象が、原形質流動の実体ではないかと考えています。

figure 2

図2. 植物細胞の小胞体の流動
 蛍光標識した小胞体 (左) と本研究で開発したプログラムで作成した小胞体の流動速度分布地図 (右)。川のように高速で流れる小胞体が筋を作る。矢印は流れの方向を示す。

3. 植物の新しい免疫メカニズムの発見

 植物も私達と同様に常に病原体の攻撃にさらされながら生きています。私達ヒトを含む動物は外来の病原体から身を守るために特殊化した免疫細胞をもっています。そのような特殊部隊をもたない植物は、全身の個々の細胞が外敵に備えている必要があります。そこで、植物は、過敏感細胞死と呼ばれる細胞死を伴う戦略を駆使して身を守ります。即ち、病原体に感染した細胞は、自らを犠牲にして病原体を巻き込みながら心中します。その結果、病原体は全身に蔓延することなく、植物体は生き残るというものです。この自殺とも言える細胞死の分子レベルでのメカニズムは長く不明でしたが、私達は2004年に米国サイエンス誌 (Science, 2004) にウイルス感染に対する細胞死の実行因子を初めて明らかにしました。しかし、ウイルスとは全く異なる病原体である細菌の感染に対するメカニズムは依然不明のままでした。私達はこの細菌感染による植物の過敏感細胞死の新しい戦略とそれを支えている分子機構を明らかにしました。
 本研究では、細菌(トマト斑葉細菌)をモデル植物シロイヌナズナの葉に感染させました。感染した葉の細胞は、細菌を封じ込めるために急速に過敏感細胞死を引き起こします。図7は感染後数時間で死に始める葉の様子を示しています。
この細胞死の過程で細胞内ではどのようなことが起きているかを電子顕微鏡で観察すると意外な現象がみえてきました。図8は感染した細胞の一部を示しています。植物の細胞は内部に発達した液胞をもっています。細菌の感染後3時間目くらいから、液胞を取り囲んでいる膜と細胞の膜が頻繁に融合し、細胞の内部と外部をつなぐトンネルが形成されることを見出しました (図8の赤い矢印部分)。これまで生物の細胞でこのような現象は報告がないことから、この発見は高く評価されました。
液胞の中には細菌を攻撃するための抗菌物質や分解酵素を多量に蓄積しています。一方、細菌は細胞の外で増殖し植物を危機にさらします。しかし、植物が、どのようにして細胞内の抗菌物質を細菌に対して使っているかということは長らく謎のままでした。このトンネル形成の結果、細胞内の抗菌物質が細胞外に放出されることが分かりました。しかし、このようなトンネル形成は通常の状態では起こりません。これを抑えているのがプロテアソームと呼ばれるタンパク質分解装置の1つであることがわかりました。プロテアソームの働きを抑えると、トンネルは形成されず、細胞内の抗菌物質の放出はみられませんでした。

figure 3

図3. 細菌の感染後に細胞内の液胞の膜と細胞膜とが融合し、細胞の中と外がつながるトンネルが形成される。

最近の主な発表論文

  1. Shirakawa M, Ueda H, Shimada T, Hara-Nishimura I. Myrosin cells are differentiated directly from ground meristem cells and are developmentally independent of the vasculature in Arabidopsis leaves. Plant Signal. Behav., in press.
  2. Hatsugai N, Hillmer R, Yamaoka S, Hara-Nishimura I, Katagiri F. The μ subunit of Arabidopsis daptor protein-2 is involved in effector-triggered immunity mediated by membrane-localized resistance proteins. Mol. Plant Microbe Interact., in press.
  3. Tamura K, Kawabayashi T, Shikanai T, Hara-Nishimura I. (2016) Decreased expression of a gene caused by a T-DNA insertion in an adjacent gene in Arabidopsis. PLoS One, 11, e0147911.
  4. Ueda H, Yokota E, Kuwata K, Kutsuna N, Mano S, Shimada T, Tamura K, Stefano G, Fukao Y, Brandizzi F, Shimmen T, Nishimura M, Hara-Nishimura I. (2016) Phosphorylation of the c terminus of rhd3 has a critical role in homotypic er membrane fusion in Arabidopsis. Plant Physiol., 170, 867-880.
  5. Iwabuchi K, Hidema J, Tamura K, Takagi S, Hara-Nishimura I. (2016) Plant nuclei move to escape ultraviolet-induced dna damage and cell death. Plant Physiol., 170, 678-685.
  6. Fuji K, Shirakawa M, Shimono Y, Kunieda T, Fukao Y, Koumoto Y, Takahashi H, Hara-Nishimura I, Shimada T. (2016) The adaptor complex AP-4 regulates vacuolar protein sorting at the trans-golgi network by interacting with VACUOLAR SORTING RECEPTOR1. Plant Physiol., 170, 211-219.
  7. Ueda H, Tamura K, Hara-Nishimura I. (2015) Functions of plant-specific myosin XI: from intracellular motility to plant postures. Curr. Opin. Plant Biol., 28, 30-38.
  8. Okamoto K, Ueda H, Shimada T, Tamura K, Koumoto Y, Tasaka M, Morita MT, Hara-Nishimura I. (2016) An ABC transporter B family protein, ABCB19, is required for cytoplasmic streaming and gravitropism of the inflorescence stems. Plant Signal. Behav.,11, e1010947.
  9. Okamoto K, Ueda H, Shimada T, Tamura K, Kato M, Tasaka M, Morita MT, Hara-Nishimura I. (2015) An actin-myosin XI cytoskeleton regulates organ straightening adjust plant posture. Nat. Plants., 15031.
  10. Goto-Yamada S, Mano S, Yamada K, Oikawa K, Hosokawa Y, Hara-Nishimura I, Nishimura M. (2015) Dynamics of the light-dependent transition of plant peroxisomes. Plant Cell Physiol., 56, 1264-1271.
  11. Shimada TL, Hara-Nishimura I. (2015) Leaf oil bodies are subcellular factories producing antifungal oxylipins. Curr. Opin. Plant Biol., 25, 145-150.
  12. Hatsugai N, Yamada K, Goto-Yamada S, Hara-Nishimura I. (2015) Vacuolar processing enzyme in plant programmed cell death. Front. Plant Sci., 6, 234.
  13. Shimada TL, Takano Y, Hara-Nishimura I. (2015) Oil body-mediated defense against fungi: From tissues to ecology. Plant Signal. Behav., 10, e989036.
  14. Tamura K, Goto C, Hara-Nishimura I. (2015) Recent advances in understanding plant nuclear envelope proteins involved in nuclear morphology. J. Exp. Bot., 66, 1641-1647.
  15. Munch D, Teh OK, Malinovsky FG, Liu Q, Vetukuri RR, El Kasmi F, Brodersen P, Hara-Nishimura I, Dangl JL, Petersen M, Mundy J, Hofius D. (2015) Retromer contributes to immunity-associated cell death in Arabidopsis. Plant Cell, 27, 463-479.
  16. Teh OK, Hatsugai N, Tamura K, Fuji K, Tabata R, Yamaguchi K, Shingenobu S, Yamada M, Hasebe M, Sawa S, Shimada T, Hara-Nishimura I. (2015) BEACH-Domain Proteins Act Together in a Cascade to Mediate Vacuolar Protein Trafficking and Disease Resistance in Arabidopsis. Mol. Plant, 8, 389-398.
  17. Kawase T, Sugano SS, Shimada T, Hara-Nishimura I. (2015) A direction-selective local-thresholding method, DSLT, in combination with a dye-based method for automated three-dimensional segmentation of cells and airspaces in developing leaves. Plant J, 81, 357-366.
  18. Shirakawa M, Ueda H, Shimada T, Kohchi T, Hara-Nishimura I. (2015) Myrosin cell development is regulated by endocytosis machinery and PIN1 polarity in leaf primordia of Arabidopsis thaliana. Plant Cell, 26, 4448-4461.
  19. Larcher L, Hara-Nishimura I, Sternberg L. (2015) Effects of stomatal density and leaf water content on the 18 O enrichment of leaf water. New Phytol., 206, 141-151.
  20. Gott〓 M, Ghosh R, Bernard S, Nguema-Ona E, Vicr〓-Gibouin M, Hara-Nishimura I, Driouich A. (2015) Methyl jasmonate affects morphology, number and activity of endoplasmic reticulum bodies in Raphanus sativus root cells. Plant Cell Physiol., 56, 61-72.
  21. Shirakawa M, Ueda H, Nagano AJ, Shimada T, Kohchi T, Hara-Nishimura I. (2014) FAMA is an essential component for the differentiation of two distinct cell types, myrosin cells and guard cells, in Arabidopsis. Plant Cell, 26, 4039-4052.
  22. Ohtsu M, Shibata Y, Ojika M, Tamura K, Hara-Nishimura I, Mori H, Kawakita K, Takemoto D. (2014) Nucleoporin 75 Is Involved in the Ethylene-Mediated Production of Phytoalexin for the Resistance of Nicotiana benthamiana to Phytophthora infestans. Mol. Plant Microbe Interact., 27, 1318-1330.
  23. Shimada T, Koumoto Y, Hara-Nishimura I. (2014) Evaluation of defective endosomal trafficking to the vacuole by monitoring seed storage proteins in Arabidopsis thaliana. Methods Mol. Biol., 1209, 131-142.
  24. Ichino T, Fuji K, Ueda H, Takahashi H, Koumoto Y, Takagi J, Tamura K, Sasaki R, Aoki K, Shimada T, Hara-Nishimura I. (2014) GFS9/TT9 contributes to intracellular membrane trafficking and flavonoid accumulation in Arabidopsis thaliana. Plant J, 80, 410-423.
  25. Yamaoka S, Hara-Nishimura I. (2014) The mitochondrial Ras-related GTPase Miro: views from inside and outside the metazoan kingdom. Front. Plant Sci., 5, 350.
  26. Goto C, Tamura K, Fukao Y, Shimada T, Hara-Nishimura I. (2014) The Novel Nuclear Envelope Protein KAKU4 Modulates Nuclear Morphology in Arabidopsis. Plant Cell, 26, 2143-2155.
  27. Ogawa Y, Shirakawa M, Koumoto Y, Honda M, Asami Y, Kondo Y, Hara-Nishimura I. (2014) A simple and reliable multi-gene transformation method for switchgrass. Plant Cell Rep., 33, 1161-1172.
  28. Hamada T, Ueda H, Kawase T, Hara-Nishimura I. (2014) Microtubules contribute to tubule elongation and anchoring of endoplasmic reticulum, resulting in high network complexity in Arabidopsis. Plant Physiol., 166, 1869-1876.
  29. Shirakawa M, Ueda H, Koumoto Y, Fuji K, Nishiyama C, Kohchi T, Hara-Nishimura I, Shimada T. (2014) CONTINUOUS VASCULAR RING (COV1) is a trans-Golgi Network-Localized Membrane Protein Required for Golgi Morphology and Vacuolar Protein Sorting. Plant Cell Physiol., 55, 764-772.
  30. Tamura K, Hara-Nishimura I. (2014) Functional insights in nucleocytoplasmic transport in plants. Front Plant Sci., 5,118.
  31. Nakano RT, Yamada K, Bednarek P, Nishimura M, Hara-Nishimura I. (2014) ER bodies in plants of the Brassicales order: biogenesis and association with innate immunity. Front Plant Sci., 10, 73.
  32. Sugano SS, Shirakawa M, Takagi J, Matsuda Y, Shimada T, Hara-Nishimura I, Kohchi T. (2014) CRISPR/Cas9-Mediated Targeted Mutagenesis in the Liverwort Marchantia polymorpha L. Plant Cell Physiol., 55, 475-481.
  33. 田村謙太郎,西村いくこ.(2015) 高等植物の生存戦略を担う核―細胞質間分子輸送システム.生化学.87, 34-40.
  34. 田村謙太郎,西村いくこ.(2015) 植物の細胞核を駆動するミオシンXI-i複合体.化学と生物.53, 69-70.

2015 年度学位論文

修士論文

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